Известия Саратовского университета. Новая серия.

Серия Химия. Биология. Экология

ISSN 1816-9775 (Print)
ISSN 2541-8971 (Online)

Для цитирования:

Карпулянская А. В., Петерсон А. М. Таксономическая и функциональная характеристика микробиоты растений баклажана (Solanum melongena L., 1753), выращенных в условиях Саратовской области // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2026. Т. 26, вып. 2. С. 159-168. DOI: 10.18500/1816-9775-2026-26-2-159-168, EDN: CGDJQB

Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0).
Полный текст в формате PDF(Ru):
скачать
(загрузок: 2)
Язык публикации: 
русский
Рубрика: 
Биология
Тип статьи: 
Научная статья
УДК: 
579.26 :635.647
DOI: 
10.18500/1816-9775-2026-26-2-159-168
EDN: 
CGDJQB

Таксономическая и функциональная характеристика микробиоты растений баклажана (Solanum melongena L., 1753), выращенных в условиях Саратовской области

Авторы: 
Карпулянская Алёна Викторовна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Петерсон Александра Михайловна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Аннотация: 

Баклажан, или паслён тёмноплодный (Solanum melongena L., 1753), является важной сельскохозяйственной культурой, при возделывании которой целесообразно применение биопрепаратов на основе микроорганизмов-антагонистов. Успешность интродукции таких штаммов в агроценоз в значительной степени определяется их взаимодействием с аутохтонным микробным сообществом растения-хозяина, который может существенно варьировать в разных регионах. В данной работе проведён анализструктуры микробиоты растений баклажана, выращенных в условиях Саратовской области. Микробиологически исследовано 100 образцов здоровых листьев растений. В результате выделено 45 штаммов бактерий, отнесённых к 14 видам, и 33 штамма микромицетов 9 видов. В бактериальном комплексе абсолютное большинство составили представители рода Bacillus, которые доминировали как в эпифитной, так и в эндофитной микробиоте. Среди грибов преобладали виды семейства Aspergillaceae родов Aspergillus и Penicillium, также присутствовавшие в обоих биотопах. Функциональный анализ позволил разделить выделенные бактерии на четыре группы: агентыбиоконтроля (B. amyloliquefaciens, B. coagulans, B. halodurans, B. lentus, B. pseudomycoides, B. simplex, Aneurinibacillus aneurinilyticus), стимуляторы роста растений (B. amyloliquefaciens, B. circulans, B. pseudomycoides), стресспротекторы (B. halodurans, B. psychrodurans) и деструкторы органических полимеров (B. simplex, B. bataviensis, B. drentensis, Jonesia denitrificans). Среди микромицетов выделены патогенные виды: Fusarium oxysporum и Alternaria solani; агент биоконтроля – Trichoderma harzianum, продуцирующий гидролитические ферменты, и вид, улучшающий фосфорное питание растений – Mucor ramosissimus, солюбилизирующий фосфаты. Полученные данные расширяют представление о микробных сообществах баклажана в условиях Саратовской области и могут служить основой для разработки региональных биопрепаратов комплексного действия.

Ключевые слова: 
сапрофитическая микробиота
бактерии
микромицеты
Solanum melongena
Саратовская область
таксономическая характеристика
Список источников: 
  1. Павлов В. Н., Шудьдякова В. В. Оценка продовольственной безопасности региона // Вестник СГСЭУ. 2019. № 2 (76). С. 90–93.
  2. Ахатов А. К., Монахос Г. Ф., Игнатов А. Н., Белошапкина О. О., Ганнибал Ф. Б., Джалилов Ф. С.-У., Ильинский Ю. Ю. Болезни и вредители овощных культур. М. : Т-во науч. изд. КМК, 2025. 392 с.
  3. O’Brien P. A. Biological control of plant diseases // Australasian Plant Pathology. 2017. Vol. 46. P. 293–304. https://doi.org/10.1007/s13313-017-0481-4
  4. Upadhayay V. K., Chitara M. K., Mishra D., Jha M. N., Jaiswat A., Kumari G., Ghosh S., Patel V. K., Naitam M. G., Singh A. K., Pareek N., Taj G., Maithani D., Kumar A., Dasila H., Shsrma A. Synergistic impact of nanomaterials and plant probiotics in agriculture: A tale of twoway strategy for long-term sustainability // Frontiers in Microbiology. 2023. Vol. 14. P. 1–22. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1133968
  5. Bonaterra A., Badosa E., Cabrefiga J., Frances J., Montesinos E. Prospects and limitations of microbial pesticides for control of bacterial and fungal pomefruit tree diseases // Trees. 2012. Vol. 26. P. 215–226. https://doi.org/10.1007/s00468-011-0626-y
  6. Определитель бактерий Берджи : в 2 т. М. : Mir, 2006. Т. 1. 430 с. Т. 2. 370 с.
  7. Sorescu I., Stoica C. Online advanced bacterial identification software, an original tool for phenotypic bacterial identification // Rom Biotechnol. Lett. 2021. Vol. 26, № 6. P. 3047–3053.
  8. Саттон Д., Фотергилл А., Ринальди М. Определитель патогенных и условно патогенных грибов. М. : Мир, 2001. 486 с.
  9. Благовещенская Е. Ю. Фитопатогенные микромицеты: учебный определитель. М. : ЛЕНАНД, 2015. 240 с.
  10. Nicholson W. L. Roles of Bacillus endospores in the environment // Cellular and Molecular Life Sciences CMLS. 2002. Vol. 59. P. 410–416. https://doi.org/10.1007/s00018-002-8433-7
  11. Lin Long-Zhen, Zheng Q.-W., Wei T., Zhang Z.-Q., Zhao C.-F., Zhong H., Xu Q.-Y., Lin J.-F., Guo L.-Q. Isolation and characterization of fengycins produced by Bacillus amyloliquefaciens JFL21 and its broad-spectrum antimicrobial potential against multidrug-resistant foodborne pathogens // Antimicrobials, Resistance and Chemotherapy. 2020. Vol. 11. P. 15–30. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.579621
  12. Sadanand K., Narayanankutty C., Sainamole P. K., Sreelatha U., Barik S. Evaluation of eggplant rootstocks for grafting eggplant to improve fruit yield and control bacterial wilt disease // European Journal of Plant Pathology. 2021. Vol. 161. P. 73–90. https://doi.org/10.1007/s10658-021-02305-9
  13. Заболевания баклажана // Определитель болезней и вредителей баклажанов : [сайт]. URL: https://семенаклубники.рф/life/plant/baklajany/bolezni-baklajan/0 (дата обращения: 27.02.2024).
  14. Konuray G., Erginkaya Z. Potential use of Bacillus coagulans in the food industry // Foods. 2018. Vol. 7, № 92. P. 1–10. https://doi.org/10.3390/foods7060092
  15. ABIS online – Bacterial identification. URL: https://www.tgw1916.net/bacteria_logare_desktop.html (дата обращения: 20.04.2025).
  16. Jorgensen P. R., Tangney M., Pedersen P. K., Hastrup S., Diderichsen B., Jorgensen S. T. Cloning and sequencing of an alkaline protease gene from Bacillus lentus and amplification of the gene on the B. lentus chromosome by an improved technique // Applied and Environmental Microbiology. 2000. Vol. 66, № 2. P. 16–20. https://doi.org/10.1128/AEM.66.2.825-827.2000
  17. Knezevic M. M., Stajkovic-Srbinovic O. S., Assel M., Milic M. D., Mihajlovski K. R., Delic D. I., Buntic A. V. The ability of a new strain of Bacillus pseudomycoides to improve the germination of alfalfa seeds in the presence of fungal infection or chromium // Rizosphere. 2021. Vol. 18. P. 100–122. https://doi.org/10.1016/j.rhisph.2021.100353
  18. Schwartz A. R., Ortiz I., Maymom M., Herbold C. V., Fujishige N. A., Vijanderan J. A., Villella W., Hanamoto K., Diener A., Sanders E. R., DeMason D. A., Hirsh A. M. Bacillus simplex – a little known PGPB with anti-fungal activity − alters pea legume root architecture and nodule morphology when coinoculated with Rhizobium leguminosarumb v. viciae // Agronomy. 2013. Vol. 3, № 4. P. 595–620. https://doi.org/10.3390/agronomy3040595
  19. Kaur C., Se G., Ganeshamurthy A. N. Exploring the utility of Aneurinibacillus as a bioinoculant for sustainable crop production and environmental applications // Bacilli and Agrobiotechnology: Phytostimulation and Biocontrol. 2020. Vol. 2. P. 135–141. https://doi.org/10.1007/978-3-030-15175-1_7
  20. Idris E. E., Iglesias D. J., Talon M., Borriss R. Tryptophan-dependent production of indole-3-acetic acid (IAA) affects level of plant growth promotion by Bacillus amyloliquefaciens FZB42 // Molecular plant-microbe interactions. 2007. Vol. 20, № 6. P. 619–626. https://doi.org/10.1094/MPMI-20-6-0619
  21. Vazquez P., Puente M. E., Lopez-Cortes A., Bashan Y. Phosphate-solubilizing microorganisms associated with the rhizosphere of mangroves in a semiarid coastal lagoon // Biology and Fertility of Soils. 2000. Vol. 30. P. 460–468. https://doi.org/10.1007/s003740050024
  22. Vollu R. E., Jurelevicius D., Ramos L. R., Peixoto R. S., Rosado A. S., Seldin L. Aerobic endospore-forming bacteria isolated from Antarctic soils as producers of bioactive compounds of industrial interest // Polar Biology. 2014. Vol. 37. P. 1121–1131. https://doi.org/10.1007/s00300-014-1505-y
  23. Akinyemi B. T., Buraimoh O. M., Ogunrinde O. O., Amund O. O. Pectinase production by Bacillus Megaterium, Bacillus bataviensis, and Paenibacillus sp. isolated from decomposing wood residues in the lagos lagoon // The Journal of Tropical Science. 2017. Vol. 7, № 3. P. 204–207. https://doi.org/10.11594/jtls.07.03.03
  24. Prasanth M., Bozdogan B., Gothandam K. M., Sivashanmugam K., Nachimuthu R. A novel α-amylase producing Bacillus drentensis isolated from coastal mud samples // Asian Journal of Biological and Life Science. 2016. Vol. 5, № 2. P. 173–178.
  25. Nawel B., Said B., Estelle C., Hakim H., Duchiron F. Production and partial characterization of xylanase produced by Jonesiadenitrificans isolated in Algerian soil // Process Biochemistry. 2011. Vol. 46, № 2. P. 519–525. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2010.10.003
  26. Lin L., Qiao Y. S., Ju Z. Y., Ma C. W., Liu Y. H., Zhou Y. J., Dong H. S. Isolation and characterization of endophytic Bacillus subtilis Jaas ed1 antagonist of eggplant [Solanum melongena] verticillium wilt // Bioscience, Biotechnology and Biochemistry (Japan). 2009. Vol. 73, № 7. P. 1489–1493. https://doi.org/10.1271/bbb.80812
  27. Ma X., Gao M., Wang N., Liu S., Wang Q., Sun X. Lactic acid production from co-fermentation of food waste and spent mushroom substance with Aspergillus niger cellulase // Bioresource Technology. 2021. Vol. 337. Art. 125365. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.125365
  28. Jaroszuk-Scisel J., Kurek E. Hydrolysis of fungal and plant cell walls by enzymatic complexes from cultures of Fusarium isolates with different aggressiveness to rye (Secale cereale) // Archives of Microbiology. 2012. Vol. 194. P. 653–665. https://doi.org/10.1007/s00203-012-0803-4
  29. Waqar S., Bhat A. A., Khan A. A. Endophytic fungi: Unravelling plant-endophyte interaction and the multifaceted role of fungal endophytes in stress amelioration // Plant Physiology & Biochemistry. 2024. Vol. 206. Art. 108174. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2023.108174
  30. Sadanand K., Narayanankutty C., Kurian P. S., Sreelatha U., Barik S. Evaluation of eggplant rootstocks for grafting eggplant to improve fruit yield and control bacterial wilt disease // European Journal of Plant Pathology. 2021. Vol. 161. P. 73–90. https://doi.org/10.1007/s10658-021-02305-9
  31. Fraceto L. F., Maruyama C. R., Guilger M., Mishra S., Keswani C., Singh H. B., Lima R. Trichoderma harzianum – based novel formulations: Potential applications for management of Next-Gen agricultural challenges // Chemical Technology and Biotechnology. 2018. Vol. 93, № 8. P. 2056–2063. https://doi.org/10.1002/jctb.5613
  32. Xiao C., Chi R., He H., Qiu G., Wang D., Zhang W. Isolation of phosphate-solubilizing fungi from phosphate mines and their effect on wheat seedling growth // Applied Biochemistry and Biotechnology. 2009. Vol. 159. P. 330–342. https://doi.org/10.1007/s12010-009-8590-3
Поступила в редакцию: 
11.03.2026
Принята к публикации: 
26.03.2026
Опубликована: 
30.06.2026
Краткое содержание:
скачать
(загрузок: 2)