Известия Саратовского университета. Новая серия.

Серия Химия. Биология. Экология

ISSN 1816-9775 (Print)
ISSN 2541-8971 (Online)


Для цитирования:

Каневский М. В., Менухов В. О., Кошелева И. С., Кострицкий А. Ю., Каневская И. В., Коннова С. А. Изменение физико-химических и культуральных свойств бактерий Azospirillum baldaniorum Sp245 под влиянием некоторых синтетических кумаринов // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2022. Т. 22, вып. 2. С. 215-225. DOI: 10.18500/1816-9775-2022-22-2-215-225

Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0).
Полный текст в формате PDF(Ru):
(загрузок: 30)
Полный текст в формате PDF(En):
(загрузок: 14)
Язык публикации: 
русский
Рубрика: 
Тип статьи: 
Научная статья
УДК: 
579.222+579.262

Изменение физико-химических и культуральных свойств бактерий Azospirillum baldaniorum Sp245 под влиянием некоторых синтетических кумаринов

Авторы: 
Каневский Матвей Владимирович, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Менухов Владислав Олегович, Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук
Кошелева Ирина Сергеевна, Саратовский медицинский научный центр гигиены федерального бюджетного учреждения науки «Федеральный научный центр медико-профилактическихтехнологий управления рисками здоровью населения»
Кострицкий А. Ю., Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Каневская Ирина Владимировна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Коннова Светлана Анатольевна, Саратовский национальный исследовательский государственный университет имени Н. Г. Чернышевского
Аннотация: 

Ввиду малого числа исследований роли кумаринов в ассоциативных симбиотических отношениях, впервые были изучены некоторые аспекты влияния синтетических кумаринов на физико-химические и культуральные свойства Azospirillum baldaniorum Sp245. Для выявления роли гидроксилирования в положении 7 конденсированного ароматического кольца – 1-(2-оксо-2H-хромен-3-ил)бутан1,3-диона проведены сравнительные исследования влияния исходного и гидроксилированного кумаринов на культуру модельного штамма азоспирилл. Исследовали выживаемость бактерий при добавлении кумаринов методом подсчета КОЕ на агаризованной среде. Оценивали активность формирования биопленок культурой с использованием кристаллического фиолетового. Изучали изменение поверхности бактерий под действием кумаринов по электрической поляризуемости бактериальных клеток на электрооптическом анализаторе ELUS (“EloSystemGbR”, Germany). Исследовали выход и моносахаридный состав внеклеточных гликополимеров с использованием газожидкостной хроматографии. Впервые установлено, что гидроксилированный препарат обладает более высокой антибактериальной активностью по сравнению с незамещённым. Выявлено снижение числа жизнеспособных клеток в планктонной культуре и торможение роста биоплёнок. Методом электрооптического анализа показано, что присутствие кумаринов в среде культивирования во всех исследуемых концентрациях приводит к изменению электрической поляризуемости клеток A. baldaniorum Sp245. Применение метода электрооптического анализа клеточных суспензий с использованием моноспецифических антител, полученных на липополисахарид данного штамма, позволило выявить отсутствие изменений в углеводных антигенных детерминантах на поверхности бактериальных клеток. Это согласуется с данными анализа состава экстраклеточных полисахаридов методом ГЖХ, в ходе которого не было выявлено отличий качественного состава и соотношения моносахаридов. Показано увеличение выхода ЭПС бактерий при росте в присутствии 1-(7-гидрокси-2- оксо-2H-хромен-3-ил)бутан-1,3-диона в 1,2 и 1,7 раз для концентраций 50 и 100 мкМ. Полученные результаты позволяют рассматривать произошедшие изменения как особенности адаптации бактерий к ассоциативным условиям существования.

Список источников: 
  1. Venugopala K. N., Rashmi V., Odhav B. Review on natural coumarin lead compounds for their pharmacological activity // BioMed Research International. 2013. Vol. 2013, № 6. Art. № 963248.
  2. Zhang J., Subramanian S., Stacey G., Yu O. Flavones and fl avonols play distinct critical roles during nodulation of Medicago truncatula by Sinorhizobium meliloti // The Plant Journal. 2008. Vol. 5, № 1. P. 171–183.
  3. Matos M. J., Santana L., Uriarte E., Abreu O. A., Molina E., Yordi E. G. Coumarins – an important class of phytochemicals // Comprehensive Natural Products Chemistry. 2015. Vol. 45, № 5. P. 113–140.
  4. Wang X., Mao Z. G., Song B. B., Chen C. H., Xiao W. W., Hu B., Wang J.-W., Jiang X.-B., Zhu Y.-H., Wang H. J. Advances in the study of the structures and bioactivities of metabolites isolated from mangrove derived fungi in the South China Sea // Marine Drugs. 2013. Vol. 11, № 6. P. 601–3616.
  5. Yu K., Stringlis I. A., Van Bentum S., De Jonge R., Snoek B. L., Pieterse C., Bakker P., Berendsen R. L. Transcriptome signatures in Pseudomonas simiae WCS417 shed light on role of root-secreted coumarins in Arabidopsis-mutualist communication // Microorganisms. 2021. Vol. 9, № 3. P. 575–590.
  6. Rolfe S. A., Griffiths J., Ton J. Crying out for help with root exudates: Adaptive mechanisms by which stressed plants assemble health-promoting soil microbiomes // Current Opinion in Microbiology. 2019. Vol. 49. P. 73–82.
  7. Stringlis I. A., Yu K., Feussner K., De Jonge R., Van Bentum S., Van Verk M. C., Berendsen R. L., Bakker P. A. H. M., Feussner I., Pieterse C. M. J. MYB72- dependent coumarin exudation shapes root microbiome assembly to promote plant health // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2018. Vol. 115. P. E5213–E5222.
  8. Gnonlonfi n G. J. B., Sanni A., Brimer L. Review. Scopoletin – A coumarin phytoalexin with medicinal properties // Critical Review in Plant Sciences. 2012. Vol. 31. P. 47–56.
  9. Beyer S. F., Beesley A., Rohmann P. F., Schultheiss H., Conrath U., Langenbach C. J. The Arabidopsis non-host defence-associated coumarin scopoletin protects soybean from Asian soybean rust // The Plant Journal. 2019. Vol. 99. P. 397–413.
  10. Reen F. J. Gutiérrez-Barranquero J. A., Parages M. L., O´Gara F. Coumarin : A novel player in microbial quorum sensing and biofi lm formation inhibition // Applied Microbiology and Biotechnology. 2018. Vol. 102, № 5. P. 2063–2073.
  11. Roy R., Tiwari M., Donelli G., Tiwari V. Strategies for combating bacterial biofi lms : A focus on anti-biofi lm agents and their mechanisms of action // Virulence. 2018. Vol. 9, № 1. P. 522–554.
  12. Kayser O., Kolodziej H. Antibacterial activity of simple coumarins : Tructural requirements for biological activity // Zeitschrift für Naturforschung. 1999. Vol. 54, № 3-4. P. 169–174.
  13. Makhloufi -Chebli M., Hamdi M., Silva A. M. S., Balegroune F. Translactonisation intramoleculaire assistee par micro-ondes. Synthese des coumarines // Journal of the Algerian Chemical Society. 2008. Vol. 18, № 1. P. 91–101.
  14. De March P. Moreno-Manas M., Roca J. L. The reactions of 4-hydroxy-2-pyrones with 2-hydroxybenzaldehydes. A Note of Warning // Journal of Heterocyclic Chemistry. 1984. Vol. 21, № 5. P. 1371–1372.
  15. Kostova I. Synthetic and natural coumarins as antioxidants // Mini-Reviews in Medicinal Chemistry. 2006. Vol. 6, № 4. P. 365–374.
  16. Lin Y., Sun X., Yuan Q., Yan Y. Combinatorial biosynthesis of plant-specifi c coumarins in bacteria // Metabolic Engineering. 2013. Vol. 18, № 12. P. 69–77.
  17. Baldani V. L. D., Baldani J. I., Döbereiner J. Effect of Azospirillum inoculation on root infection and nitrogen incorporation in wheat // Canadian Journal of Microbiology. 1983. Vol. 29. P. 924–929.
  18. Santos Ferreira N. dos, Hayashi Sant’Anna F., Massena Reis V., Ambrosini A., Gazolla Volpiano C., Rothballer M., Schwab S., Baura V. A., Balsanelli E., Oliveira Pedrosa F. de, Passaglia L. M. P., Souza E. M. de, Hartmann A., Cassan F., Zilli J. E. Genome-based reclassifi cation of Azospirillum brasilense Sp245 as the type strain of Azospirillum baldaniorum sp. nov // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2020. Vol. 70, № 12. P. 6203–6212.
  19. Konnova S. A., Skvortsov I. M., Makarov O. E., Ignatov V. V. Charactreristics of polysaccharide complexes produced by Azospirillum brasilense and of the polysaccharides derived from them // Microbiology. 1994. Vol. 63. P. 1020–1030. 
  20. Методы общей бактериологии : в 3 т. / под ред. Ф. Герхардта. М. : Мир, 1983. Т. 1. 420 с.
  21. Guliy O. I., Velichko N. S., Fedonenko Y. P., Bunin V. D. Use of an electro-optical sensor and phage antibodies for immunodetection of Herbaspirillum // Talanta. 2019. Vol. 202. P. 362–368.
  22. Guliy O. I., Bunin V. D. Electro-optical analysis as sensing system for detection and diagnostics of bacterial cells // Biointerface Engineering: Prospects in Medical Diagnostics and Drug Delivery. Singapore : Springer, 2020. P. 233–254.
  23. Gulii O. I., Matora L. Y., Burygin G. L., Dykman L. A., Ignatov V. V., Ignatov O. V. Electrooptical properties of the microbial suspensions during a cell’s interaction with the antibodies of a different specifi city // Applied Biochemistry and Microbiology. 2010. Vol. 46, № 1. P. 61–64.
  24. Dubois M., Gilles K. A., Gamillor J. K., Rebers P. Q., Smitli F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Analytical Chemistry 1956. Vol. 28, № 3. P. 350–356.
  25. Del Gallo M., Haegi A. Characterization and quantifi cation of exocellular polysaccharides in Azospirillum brasilense and Azospirillum lipoferum // Symbiosis. 1990. Vol. 9. P. 155–161.
  26. Sawadecker J. S., Sloneker J. H., Jeanes A. Quantative determination of monosaccharides as their alditol acetates by gas liquid chromatography // Analytical Chemistry. 1965. Vol. 37. P. 1602–1603.
  27. O’Toole G. A. Kolter R. Initiation of biofi lm formation in Pseudomonas fluorescens WCS365 proceeds via multiple, convergent signalling pathways : A genetic analysis // Molecular Microbiology. 1998. Vol. 28, № 3. P. 449–461.
  28. Smyth T., Ramachandran V. N., Smyth W. F. A study of the antimicrobial activity of selected naturally occurring and synthetic coumarins // International Journal of Antimicrobial Agents. 2009. Vol. 33, № 5. P. 421–426.
  29. Shelud’ko A. V., Filip’echeva Yu. A., Telesheva E. M., Burov A. M., Evstigneeva S. S., Burygin G. L. Petrova L. P. Characterization of carbohydrate-containing components of Azospirillum brasilense Sp245 biofi lms // Microbiology. 2018. Vol. 87, № 5. P. 610–620.
  30. Burdman S., Jurkevitch E., Soria-Díaz M. E., Serrano A. M. G., Okon Y. Extracellular polysaccharide composition of Azospirillum brasilense and its relation with cell aggregation // FEMS Microbiology Letters. 2000. Vol. 189, № 2. P. 259–264.
  31. Fraysse N., Couderc F., Poinsot V. Surface polysaccharides involvement in establishing the rhizobium-legume symbiosis // European Journal of Biochemistry. 2003. Vol. 270. P. 1365–1380.
  32. Fischer S. E., Miguel M. J., Morri G. B. Effect of root exudates on the polysaccharide composition and the lipopolysaccharide profi le of Azospirillum brasilense Cd under saline stress // FEMS Microbiology Letters. 2003. Vol. 219. P. 53–62.
  33. Kanevskiy M. V., Konnova S. A., Boyko A. S., Fedonenko Y. P., Sigida E. N., Ignatov V. V. Effect of fl avonoids on the composition of surface glycopolymers of Azospirillum lipoferum Sp59b // Microbiology. 2014. Vol. 83, № 1. P. 15–22.
Поступила в редакцию: 
31.01.2022
Принята к публикации: 
07.02.2022
Опубликована: 
30.06.2022
Краткое содержание:
(загрузок: 10)