Образец для цитирования:

Хумуд Х. Б., Юдакова О. И. Гормональная регуляция морфогенеза в культуре зрелых зародышей партеногенетической линии кукурузы АТТМ (bm, wx, y) // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2020. Т. 20, вып. 3. С. 315-323. DOI: https://doi.org/10.18500/1816-9775-2020-20-3-315-323


Рубрика: 
УДК: 
581.6:601
Язык публикации: 
русский

Гормональная регуляция морфогенеза в культуре зрелых зародышей партеногенетической линии кукурузы АТТМ (bm, wx, y)

Тип статьи для РИНЦ: 
RAR научная статья
Аннотация

В статье представлены результаты поиска оптимального гормонального состава питательной среды для индукции прямого органогенеза в культуре зрелых зародышей гомозиготной линии кукурузы АТТМ (bm, wx, y). В качестве первичного экспланта использовали зрелые зародыши, выделенные из зерновок. Для индукции прямого органогенеза было протестировано 11 вариантов сред MS без гормонов (контроль) и с добавлением фитогормонов в разной концентрации и сочетаниях. Присутствие в среде БАП в качестве единственного регулятора роста или в сочетании с другими гормонами (кинетином, ИУК и НУК) обеспечивало мультипликацию побегов. Наибольшее количество пазушных побегов на экспланте (в среднем 7,07) развивалось на среде, дополненной 2,0 мг/л БАП. Однако культивирование на этой среде более трех месяцев приводило к развитию большого количества микропобегов, которые было трудно отделить друг от друга и которые плохо приживались при переносе на свежую питательную среду. В некоторых случаях также наблюдался флоральный гемогенез. Для удлинения пазушных побегов через 2 месяца эксплант переносили на среду с пониженным содержанием БАП (0,2 мг/л). Таким образом, у линии АТТМ (bm, wx, y) в культуре зрелых зародышей эффективная мультипликация побегов посредством прямого органогенеза достигается культивированием экспланта на среде MS с 2,0 мг/л БАП в течение 2 месяцев с последующим субкультивированием на среде MS с 0,2 мг/л БАП.

Литература
  1. Armstrong C., Green C. E. Establishment and maintenance of frible, embryogenic maize callus and involvement of L-proline // Planta. 1985. Vol. 164, № 2. P. 207–214. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00396083
  2. Armstrong C. L. Regeneration of plants from somatic cells cultures: applications for in vitro genetic manipulation // The Maize / eds. M. Freeling, V. Walbot. N.Y. : Springer Verlag, 1994. P. 663–671.
  3. Aguado-Santacruz G. A., Garcia-Moya E., AguilarAcuna J. L., Moreno-Gómez B., Solis-Moya E., PreciadoOrtiz E. R., Jimenez-Bremont J. F., Rascon-Cruz Q. In vitro plant regeneration from quality protein maize // In Vitro Cellular and Developmental Biology Plant. 2007. Vol. 43. P. 215–224. DOI: https://doi.org/10.1007/s11627- 007-9042-9
  4. Altpeter F., Springer N. M., Bartley L. E., Blechl A. E., Brutnell T. P., Citovsky V., Conrad L. J., Gelvin S. B., Jackson D. P., Kausch A. P., Lemaux P. G., Medford J. I., Orozco-Cardenas M. L., Tricoli D. M., Van Eck J., Voytas D. F., Walbot V., Wang K., Zhang Z. J., Stewart C. N. Advancing crop transformation in the era of genome editing // Plant Cell. 2016. Vol. 28. P. 1510–1520.
  5. Green C. E., Phillips H. L. Plant regeneration from tissues cultures of maize // Crop Science. 1975. Vol. 15, № 5. P. 417–421.
  6. Duncan D. R., Williams M. E., Zehr B. E., Widholm J. M. The production of callus capable of plant regeneration from immature embryos of numerous Zea mays genotypes // Planta. 1985. Vol. 165. P. 322–332. DOI: https://doi.org/10.1007/BF00392228
  7. Furini A., Jewell D. C. Somatic embryogenesis a nd plant regeneration from immature and mature embryos of tropical and subtropical Zea mays L. genotypes // Maydica. 1994. Vol. 39. P. 155–164. DOI: https://doi.org/10.2225/vol15-issue1-fulltext-7
  8. Bohorova N. E., Luna B., Brito R. M., Huerta L. D., Hoisington D. A. Regeneration potential of tropical, subtropical, mid altitude and highland maize inbred // Maydica. 1995. Vol. 40. P. 275–281.
  9. Carvalho C. H. S., Bohorova N., Bordallo P. N., Abreu L. L., Valicente F. H., Bressan W., Paiva E. Type II callus production and plant regeneration in tropical maize genotypes // Plant Cell Reports. 1997. Vol. 17, № 1. P. 73–76. DOI: https://doi.org/10.1007/s002990050355
  10. Huang X. Q., Wei Z. M. High-frequency plant regeneration through callus initiation from mature embryos of maize (Zea mays L.) // Plant Cell Rep. 2004. № 22. P. 793–800.
  11. Anh N. T. M. In vitro culture of maize (Zea mays L.) inbred line SM5-4 // Abstract of thesis presented to the Senate of University Putra Malaysia in fulfi llment of the requirement for the degree of Master of Science. Putra, 2005. P. 1–8.
  12. Vasil I. K. Tissue cultures of maize // Maydica. 2005. Vol. 50. P. 361–365.
  13. Rakshit S., Rashid Z., Sekhar J. C., Fatma T., Dass S. Callus induction and whole plant regeneration in elite Indian maize (Zea mays L.) inbreds // Plant Cell Tiss Organ Cult. 2010. Vol. 100, № 1. P. 31–37.
  14. Petrillo C. P., Carneiro N. P., Purcino A. A. C., Carvalho C. H. S., Alves J. D., Carneiro A. A. Optimization of particle bombardment parameters for the genetic transformation of Brazilian maize inbred lines // Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, DF. 2008. Vol. 43, № 3. P. 371–378. https://doi.org/10.1590/S0100-204X2008000300012
  15. Guruprasad M., Sridevi Т., Vijayakumar G., Kumar M. S. Plant regeneration through callus initiation from mature and immature embryos of maize (Zea mays L.) // Indian J. Agr. Res. 2016. Vol. 50, № 2. P. 135–138. DOI: https://doi.org/10.18805/ijare.v0iOF.8435
  16. De Vasconcelos M. J. V., Antunes M. S., De Oliveira M. F., Lopes M. A., Figueiredo J. E. F. Callus induction and plant regeneration from immature embryos culture of tropical maize // Revista Brasileira de Milho e Sorgo. 2018. Vol. 17, № 3. P. 359–368.
  17. Sawahel W. A., Ali A. M. Callus induction and maintenance of Zea mays kernels // Biotechnology Letters. 1994. Vol. 16, № 4. P. 397–400.
  18. Monalisha R., Chakraborty M., Banerjee M., Prasad K., Shree B., Tudu V. K. Response of different genotypes on in vitro regeneration of maize (Zea mays L.) // Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry. 2018. Vol. 1. P. 2422–2424.
  19. Sidorov V., Gilbertson L., Adae P., Duncan D. Agrobacterium-mediated transformation of seedling-derived maize callus // Plant Cell Reproduction. 2006. Vol. 25. P. 320–328. DOI: https://doi.org/10.1007/s00299-005-0058-5
  20. Gudlavalleti P. K., Pagidoju S., Muppala S., Kodandarami R. M., Puligandla S. K. Coleoptilar node – a seasonindependent explant source for in vitro culture in maize (Zea mays L.) // Journal of Applied Biology and Biotechnology. 2018. Vol. 6, № 3. P. 20–28.
  21. Кунах В. А. Геномная изменчивость соматических клеток растений. 3. Каллусообразование in vitro // Биополимеры и клетка. 1997. Т. 13, № 5. С. 362–371.
  22. Хумуд Б. М. Х., Апанасова Н. В., Юдакова О. И. Введение в культуру in vitro партеногенетических линий кукурузы // Изв. Сарат. ун-та. Нов. сер. Сер. Химия. Биология. Экология. 2018. Т. 18, вып. 3. С. 320–324. DOI: https://doi.org/10.18500/1816-9775-2018-18-3-320-324
  23. Хумуд Б. М. Х., Юдакова О. И. Индукция прямого органогенеза в культуре зрелых зародышей кукурузы // Изв. Сарат. ун-та. Сер. Химия. Биология. Экология. 2019. Т. 19, вып. 3. С. 289–294. DOI: https://doi.org/10.18500/1816-9775-2019-19-3-289-294
  24. Mushke R., Yarra R., Bulle M. Effi cient in vitro direct shoot organogenesis from seedling derived split node explants of maize (Zea mays L.) // Journal of Genetic Engineering and Biotechnology. 2016. Vol. 14. P. 49–53.
  25. Ahmad M. Z., Hussain I., Ahmed S., Roomi S. Direct in vitro multiple shoot regeneration in maize (Zea mays) inbred lines // J. Innov. Bio-Res. 2017. Vol. 1, № 1. P. 24–29.
  26. Ovchinnikova V. N., Sotchenko V. S., Sotchenko Y. V., Varlamova N. V., Rodionova M. A., Kharchenko P. N. Susceptibility of maize mesocotyl culture to agrobacterium transformation and its in vitro regeneration // Appl. Biochem. Microbiol. 2018. Vol. 54, № 8. P. 808–815.
  27. Olawuyi O. J., Dalamu O., Olowe O. M. In vitro regeneration and proliferation of maize (Zea mays L.) genotypes through direct organogenesis // Journal of Natural Sciences Research. 2019. Vol. 9, № 6. P. 65–73. DOI: https://doi.org/10,7176 /JNSR
  28. Гуторова О. В., Апанасова Н. В., Юдакова О. И. Создание генетически маркированных линий кукурузы с наследуемым и индуцированным типами партеногенеза // Изв. Самар. науч. центра РАН. 2016. Т. 18, № 2-2. С. 341–344.
  29. Апанасова Н. В., Гуторова О. В., Юдакова О. И., Смолькина Ю. В. Особенности строения и развития женских генеративных структур у линий кукурузы с наследуемым и индуцированным типами партеногенеза // Изв. Самар. науч. центра РАН. 2017. Т. 19, № 2-2. С. 216–219
  30. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. Vol. 15. P. 473–497.
  31. Skoog, F., Miller C. O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissue cultures in vitro // Symp. Soc. Exp. Biol. 1957. Vol. 11. P. 118–131.
Краткое содержание (на английском языке): 
Полный текст в формате PDF (на русском языке):