Известия Саратовского университета. Новая серия.

Серия Химия. Биология. Экология

ISSN 1816-9775 (Print)
ISSN 2541-8971 (Online)

Для цитирования:

Ревин В. В., Парчайкина М. В., Чудайкина Е. В., Ревина Э. С., Молчанов И. Д., Симакова М. А., Заварыкина А. В., Грунюшкин И. П., Девяткин А. А. Исследование влияния различных физиологически активных веществ на изменение липидного состава и фосфолипазной активности поврежденных соматических нервов // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия: Химия. Биология. Экология. 2024. Т. 24, вып. 4. С. 448-460. DOI: 10.18500/1816-9775-2024-24-4-448-460, EDN: QJXELD

Статья опубликована на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC-BY 4.0).
Полный текст в формате PDF(Ru):
скачать
(загрузок: 29)
Язык публикации: 
русский
Рубрика: 
Биология
Тип статьи: 
Научная статья
УДК: 
57:612.01:577.115
DOI: 
10.18500/1816-9775-2024-24-4-448-460
EDN: 
QJXELD

Исследование влияния различных физиологически активных веществ на изменение липидного состава и фосфолипазной активности поврежденных соматических нервов

Авторы: 
Ревин Виктор Васильевич, Национальный исследовательский Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Парчайкина Марина Владимировна, Национальный исследовательский Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Чудайкина Елена Викторовна, Национальный исследовательский Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Ревина Эльвира Сергеевна, Национальный исследовательский Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Молчанов Иван Дмитриевич, Национальный исследовательский Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Симакова Милена Андреевна, Национальный исследовательский Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Заварыкина Анастасия Вячеславовна, Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Грунюшкин Игорь Павлович, Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Девяткин Аркадий Анатольевич, Мордовский государственный университет имени Н. П. Огарёва
Аннотация: 

Исследован липидный состав и фосфолипазная активность в поврежденных соматических нервах на фоне действия гиалуроната калия и инсулиноподобного фактора роста-1. Показано, что перерезка нерва сопровождается увеличением активности фосфолипазы А2, в результате чего происходит накопление лизофосфолипидов и свободных жирных кислот, а также повышается уровень фосфатидилинозитола и снижается содержание диацилглицерина, что, вероятнее всего, объясняется инактивацией фосфоинозитид-специфичной фосфолипазы С на фоне травмы нервного проводника. Введение гиалуроната калия и инсулиноподобного фактора роста-1 усиливает восстановительные процессы в травмированном нервном проводнике, однако механизмы их действия остаются различными. Согласно литературным данным и результатам собственных исследований, можно сделать предположение, что действие гиалуроната калия и инсулиноподобного фактора роста-1 реализуется в результате запуска сигнальных путей, связанных с регуляцией активности ферментов из семейства фосфолипаз. При этом полученные нами данные по снижению активности фосфолипазы А2 и отсутствию достоверных изменений уровня фосфатидилинозитола и диацилглицерина указывают на то, что гиалуронат калия, вероятнее всего, оказывает свое действие посредством ФЛ А2-опосредованного пути. Кроме этого, было показано, что на фоне действия инсулиноподобного фактора роста-1 наблюдается интенсификация фосфоинозитидного обмена, что объясняется активацией фосфоинозитид-специфичной фосфолипазы С. Согласно данным литературы, запуск фосфолипаза С-опосредованного механизма сопровождается образованием компонентов фосфатидилинозитол-3-киназного сигнального пути, участвующего в стимуляции экспрессии различных факторов транскрипции, необходимых для аксональной регенерации и восстановления функционирования травмированных нервных проводников.

Ключевые слова: 
лизофосфолипиды
свободные жирные кислоты
гиалуронат калия
инсулиноподобный фактор роста-1
регенерация
соматические нервы
фосфолипазная активность
Список источников: 
  1. Gordon T. Peripheral nerve regeneration and muscle reinnervation // International Journal of Molecular Sciences. 2020. Vol. 21, iss. 22. P. 8652. https://doi.org/10.3390/ijms21228652
  2. Nocera G., Jacob C. Mechanisms of Schwann cell plasticity involved in peripheral nerve repair after injury // Cellular and Molecular Life Sciences. 2020. Vol. 77. P. 3977–3989. https://doi.org/10.1007/s00018- 020-03516-9
  3. Mahar M., Cavalli V. Intrinsic mechanisms of neuronal axon regeneration // Nature Reviews Neuroscience. 2018. Vol. 19, iss. 6. P. 323–337. https://doi.org/10.1038/s41583-018-0001-8
  4. Xu X., Song L., Li Y., Guo J., Huang S., Du S., Li W., Cao R., Cui S. Neurotrophin-3 promotes peripheral nerve regeneration by maintaining a repair state of Schwann cells after chronic denervation via the TrkC/ERK/c-Jun pathway // Journal of Translational Medicine. 2023. Vol. 21, iss. 1. P. 733. https://doi.org/10.1186/s12967-023-04609-2
  5. Xu Y., Liu X., Ahmad M.A., Ao Q., Yu Y., Shao D., Yu T. Engineering cell-derived extracellular matrix for peripheral nerve regeneration // Materials Today Bio. 2024. Vol. 27. P. 101125. https://doi.org/10.1016/j.mtbio.2024.101125 
  6. Altinkaya A., Cebi G., Tanrıverdi G., Alkan F., Cetinkale O. Effects of subepineural hyaluronic acid injection on nerve recovery in a rat sciatic nerve defect model // Turkish Journal of Trauma & Emergency Surgery. 2023. Vol. 29, iss. 3. P. 277. https://doi.org/10.14744/tjtes.2022.45908.
  7. Raghu P., Joseph A., Krishnan H., Singh P., Saha S. Phosphoinositides: Regulators of nervous system function in health and disease // Frontiers in Molecular Neuroscience. 2019. Vol. 12. P. 208. https://doi.org/10.3389/fnmol.2019.00208
  8. González Porto S. A., Domenech N., Blanco F. J., Centeno Cortés A., Rivadulla Fernández C., Álvarez Jorge Á., Sánchez Ibáñez J., Rendal Vázquez E. Intraneural IFG-1 in cryopreserved nerve isografts increase neural regeneration and functional recovery in the rat sciatic nerve // Neurosurgery. 2019. Vol. 85, iss. 3. P. 423–431. https://doi.org/10.1093/neuros/nyy339
  9. Ma K., Xu H., Zhang J., Zhao F., Liang H., Sun H., Li P., Zhang S., Wang R., Chen X. Insulin-like growth factor-1 enhances neuroprotective effects of neural stem cell exosomes after spinal cord injury via an miR-219a-2-3p/YY1 mechanism // Aging (Albany NY). 2019. Vol. 11, iss. 24. P. 12278. https://doi.org/10.18632/aging.102568
  10. Ревин В. В. Роль липидов в процессе проведения возбуждения по соматическим нервам : дис. … д-ра биол. наук. Минск, 1990. 364 с.
  11. Ревин В. В., Ревина Э. С., Девяткин А. А., Громова Н. В. Роль липидов в функционировании возбудимых биологических мембран. Саранск : Изд-во Морд. ун-та, 2012. 220 с.
  12. Торховская Т. Н., Ипатова О. М., Захарова Т. С., Кочетова М. М., Халилов Э. М. Клеточные рецепторы к лизофосфолипидам как промоторы сигнальных эффектов (обзор) // Биохимия. 2007. Т. 72, № 2. С. 149–158.
  13. Бердичевец И. Н., Тяжелова Т. В., Шимшилашвили Х. Р., Рогаев Е. И. Лизофосфатидная кислота – липидный медиатор с множеством биологических функций. Пути биосинтеза и механизм действия // Биохимия. 2010. Т. 75, № 9. С. 1213–1223. https://doi.org/10.1134/s0006297910090026
  14. Brockerhoff S. E. Phosphoinositides and photoreceptors // Molecular Neurobiology. 2011. Vol. 44. P. 420–425. https://doi.org/10.1007/s12035-011- 8208-y
  15. Bligh E. G., Dyer W. J. A rapid method of total lipid extraction and purifi cation // Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 1959. Vol. 37, iss. 8. P. 911–917. https://doi.org/10.1139/o59-099
  16. Scharer C. Diplomarbeit Vergleich von HPLC-ELSD und moderener TLC in der heutigen PhospholipidQualiatskontrolle. Basel : Fachhochschule beider, 2001. 48 p.
  17. Биологические мембраны. Методы / под ред. Дж. Б. Финдлея, У. Г. Эванза. М. : Мир, 1990. 424 с
  18. Handloser D., Widmer V., Reich E. Separation of phospholipids by HPTLC – an investigation of important parameters // Journal of Liquid Chromatography & Related Technologies. 2008. Iss. 31. P. 1857–1870. https://doi.org/10.1080/10826070802188940
  19. Morrison W. R., Smith L. M. Preparation of fatty acid methyl esters and dimethylacetals from lipids with boron fl uoride–methanol // Journal of Lipid Research. 1964. Vol. 5, iss. 4. P. 600–608. https://doi.org/10.1016/S0022-2275(20)40190-7
  20. Ефремова А. С. Участие кальций-независимой фосфолипазы А2 в регуляции Са2+–сигнала, вызванного ингибитором кальмодулина в тимоцитах крысы // Биологические мембраны. 2008. Т. 25, № 4. С. 292–300.
  21. Mekaj A. Y., Morina A. A., Manxhuka-Kerliu S., Neziri B., Duci S. B., Kukaj V., Miftari I. Electrophysiological and functional evaluation of peroneal nerve regeneration in rabbit following topical hyaluronic acid or tacrolimus application after nerve repair // Nigerian Postgraduate Medical Journal. 2015. Vol. 22, iss. 3. P. 179–184. https://doi.org/10.4103/1117-1936.170738
  22. Yamahara K., Yamamoto N., Kuwata F., Nakagawa T. Neuroprotective role of insulin-like growth factor 1 in auditory and other nervous systems // Histology and Histopathology. 2022. Vol. 37, iss. 7. P. 609–619. https://doi.org/10.14670/HH-18-437
  23. Paul J. A., Gregson N. A. An immunohistochemical study of phospholipase A2 in peripheral nerve during Wallerian degeneration // Journal of Neuroimmunology. 1992. Vol. 39, iss. 1-2. P. 31–47. https://doi. org/10.1016/0165-5728(92)90172-h
  24. Uemura T., Takamatsu K., Ikeda M., Okada M., Kazuki K., Ikada Y., Nakamura H. Transplantation of induced pluripotent stem cell-derived neurospheres for peripheral nerve repair // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2012. Vol. 419, iss. 1. P. 130–135. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2012.01.154
  25. Edström A., Briggman M., Ekström P. A. R. Phospholipase A2 activity is required for regeneration of sensory axons in cultured adult sciatic nerves // Journal of Neuroscience Research. 1996. Vol. 43, iss. 2. P. 183–189. https://doi.org/10.1002/(SICI)1097- 4547(19960115)43:2<183::AID-JNR6>3.0.CO;2-C
  26. Когтева Г. С., Безуглов В. В. Ненасыщенные жирные кислоты как эндогенные биорегуляторы // Биохимия. 1998. Т. 63, № 1. С. 6–15.
  27. Архипова С. С. Рагинов И. С., Мухитов А. Р., Челышев Ю. А. Клетки-сателлиты чувствительных нейронов при различных типах травм седалищного нерва крысы // Морфология. 2009. Т. 135, № 3. С. 29–34.
  28. Iwanicki J. L., Lu K. W., Taeusch H. W. Reductions of phospholipase A2 inhibition of pulmonary surfactant with hyaluronan // Experimental Lung Research. 2010. Vol. 36, iss. 3. P. 167–174. https://doi. org/10.3109/01902140903234186
  29. Nitzan D. W., Nitzan U., Dan P., Yedgar S. The role of hyaluronic acid in protecting surface-active phospholipids from lysis by exogenous phospholipase A2 // Rheumatology. 2001. Vol. 40, iss. 3. P. 336–340. https://doi.org/10.1093/rheumatology/40.3.336
  30. Кузьменко Т. П., Парчайкина М. В., Ревина Э. С., Гладышева М. Ю., Ревин В. В. Влияние нейротрофических факторов на состав белков при повреждении и регенерации соматических нервов // Биофизика. 2023. Т. 68, № 2. С. 334–348. https://doi. org/10.31857/S0006302923020138
  31. Rajala A., Teel K., Bhat M. A., Batushansky A., Griffi n T. M., Purcell L., Rajala R. V. Insulin-like growth factor 1 receptor mediates photoreceptor neuroprotection // Cell Death & Disease. 2022. Vol. 13, iss. 7. P. 613. https://doi.org/10.1038/s41419- 022-05074-3
  32. de Figueiredo C. S., Raony Í., Medina S.V., de Mello Silva E., Dos Santos A. A., Giestal-de-Araujo E. Insulin-like growth factor-1 stimulates retinal cell proliferation via activation of multiple signaling pathways // Current Research in Neurobiology. 2023. Vol. 4. P. 100068. https://doi.org/10.1016/j.crneur.2022.100068
  33. Kermer P., Klöcker N., Labes M., Bähr M. Insulinlike growth factor-I protects axotomized rat retinal ganglion cells from secondary death via PI3-Kdependent Akt phosphorylation and inhibition of caspase-3 in vivo // Journal of Neuroscience. 2000. Vol. 20, iss. 2. P. 722–728. https://doi.org/10.1523/jneurosci.20-02-00722.2000
Поступила в редакцию: 
30.08.2024
Принята к публикации: 
20.09.2024
Опубликована: 
25.12.2024
Краткое содержание:
скачать
(загрузок: 14)